Efectos de la carga eléctrica en la curación de fracturas.

Scientific Reports volumen 12, número de artículo: 15839 (2022) Citar este artículo

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La pseudoartrosis por fractura es una complicación común y desafiante. Aunque se ha sugerido que la estimulación con corriente continua promueve la curación de fracturas, se han informado diferencias en la densidad celular cerca de los electrodos positivos y negativos durante la estimulación con corriente continua. Este estudio tuvo como objetivo explorar los efectos de estas diferencias sobre la proliferación de osteoblastos y la curación de fracturas. Se estimularon células MC3T3-E1 mediante cargas positivas y negativas para observar la proliferación celular, la apoptosis y la expresión del factor osteogénico in vitro, mientras que se conectaron cargas positivas y negativas a los alambres de Kirschner de las fracturas en un modelo de fractura de dos dedos del pie in vivo en Nueva York. Se evaluó la curación de las fracturas y los conejos blancos de Zelanda mediante exámenes de radiografía digital (DR) realizados los días 1, 15 y 30. Se analizaron histológicamente muestras de tejido óseo de todos los conejos después del último examen. Los resultados mostraron que, en comparación con el grupo de control, después de la estimulación con CC, el número de células cercanas al electrodo positivo disminuyó significativamente (P < 0,05), aumentó la apoptosis (P < 0,05), la expresión de osteocalcina, genes específicos de osteoblastos y La osteonectina disminuyó significativamente cerca del electrodo positivo (P <0,05) y aumentó significativamente en el electrodo negativo (P <0,05). La fractura en la unión del electrodo positivo de conejos blancos de Nueva Zelanda no sanó. El análisis histomorfológico mostró más trabéculas óseas y hueso calcificado en las secciones de tejido óseo del grupo de control y del grupo de electrodos negativos que en el grupo de electrodos positivos. Las trabéculas óseas eran gruesas y mostraban buenas conexiones. Sin embargo, la carga positiva inhibió la proliferación de osteoblastos y una carga positiva en los sitios de fractura no favoreció la curación de la fractura. Por tanto, una carga positiva cerca del sitio de la fractura puede ser un motivo de pseudoartrosis de la fractura.

La pseudoartrosis de la fractura es una complicación común y desafiante en el tratamiento de las fracturas. Alrededor del 5 al 10% de las fracturas de huesos largos pueden mostrar pseudoartrosis o retraso en la consolidación1. En la actualidad, no existe una definición uniforme de pseudoartrosis por fractura. La Administración de Alimentos y Medicamentos de EE. UU. (FDA) define la pseudoartrosis de una fractura como una curación incompleta dentro de los 9 meses posteriores a la fractura y sin signos progresivos de curación en las radiografías durante tres meses consecutivos2. La pseudoartrosis de una fractura causa dolor a largo plazo, discapacidad física, problemas de salud mental y gastos médicos continuos, que tienen un impacto importante en la vida de los pacientes3.

El proceso de curación de una fractura implica muchos factores endógenos y exógenos, y la alteración de estos factores puede provocar un retraso en la consolidación o una pseudoartrosis4,5. Se considera que muchos factores de riesgo causan pseudoartrosis, incluidos factores dependientes del paciente, como la edad, el sexo, comorbilidades médicas, medicamentos y estado nutricional, así como factores independientes del paciente, como el tipo y las características de la fractura, infección, implantes de fijación de fracturas y iatrogenia. factores6,7,8. Aunque muchos estudios han evaluado las causas de la pseudoartrosis de las fracturas y se han logrado avances sustanciales en el tratamiento de la pseudoartrosis, la pseudoartrosis puede ocurrir incluso en fracturas estables sin ninguno de estos factores de riesgo. Un estudio retrospectivo mostró que las fracturas múltiples tienen más probabilidades de causar pseudoartrosis: mientras que la incidencia de pseudoartrosis en pacientes con una fractura fue del 4,4%, la incidencia aumentó con el número de fracturas y fue del 24% en pacientes con siete o más fracturas9. Además de los factores que influyen que conocemos actualmente, puede haber otros factores únicos que influyan en la falta de unión.

La reparación y reconstrucción del tejido óseo implica mecanismos biológicos y biomecánicos complejos mediados por los efectos de las células madre mesenquimales de la médula ósea, los osteoblastos, los osteoclastos y otras células en el área afectada. La estimulación por tensión mecánica de alta intensidad y la corriente endógena desempeñan papeles importantes en el crecimiento óseo10. La región epifisaria de los huesos largos es electronegativa y la diáfisis es electroneutra. Cuando ocurre una fractura, la región epifisaria se vuelve más negativa y el sitio de la fractura también muestra una carga negativa, y este cambio electronegativo se mantiene durante toda la curación de la fractura11. La tendencia de electronegatividad y la secreción de citocinas después de la fractura afectan la proliferación, migración, diferenciación y osteogénesis celular12. Por tanto, ¿un entorno electropositivo en el lugar de la fractura inducirá cambios en estas actividades celulares? Para abordar esta cuestión, el presente estudio tuvo como objetivo observar los efectos de las cargas positivas y negativas en los osteoblastos, así como los efectos de las cargas positivas y negativas del mismo voltaje y corriente en la curación de las fracturas.

Las líneas celulares preosteoblásticas murinas MC3T3-E1 obtenidas del laboratorio ortopédico de la Universidad Médica del Ejército se cultivaron en medio Eagle alfa modificado (α-MEM, Hyclone, EE. UU.) que contenía 10 % de suero fetal bovino (FBS; Gicbo, EE. UU.) y 1 % de antibiótico y antimicótico. solución. Las células se incubaron a 37 °C, 5% de CO2 y O2 atmosférico. En los experimentos, las células se sembraron en placas de seis pocillos a una densidad de 300.000 células por pocillo y el volumen del medio se mantuvo en 3 ml. El cambio de medio se realizó al día siguiente de la siembra antes de aplicar estimulación eléctrica.

La cámara de estimulación DC utilizada en este estudio fue mejorada basándose en el diseño original descrito por Mobini y Leppik et al.13. El terminal de salida actual estaba alimentado por seis baterías de 1,5 V. El circuito integra un módulo de fuente de alimentación con regulador reductor ajustable (LM2596S) para mantener un voltaje de salida constante y aumentar o disminuir el componente de resistencia a través de la corriente requerida. El terminal de salida de corriente conecta un terminal de cableado fijado en el lateral de la cubierta de 6 orificios. La línea media de cada orificio se perforó en la cubierta de la placa de 6 orificios de modo que la distancia entre los dos orificios fuera de 30 mm. Se utilizó un alambre de aleación de titanio (0,8 mm de diámetro) como electrodo implantado, y la longitud efectiva del electrodo implantado fue de 20 mm. El electrodo se puso en paralelo con un cable de cobre recubierto de plata y el extremo suelto del cable de cobre se conectó al extremo del cableado en el lado izquierdo de la cubierta de la placa de 6 orificios. La placa de seis orificios para la inoculación celular se procesó para comunicar entre los orificios paralelos. Los dibujos esquemáticos y físicos del dispositivo se muestran en la Fig. 1.

Cámara de cultivo de células EStim.

Las células MC3T3-E1 se estimularon con corriente continua durante 24 y 48 h. También se mantuvo un grupo de control de células cultivadas sin estimulación eléctrica. Las células del ánodo y del cátodo y las del grupo control se recogieron por separado; las respectivas suspensiones celulares se mezclaron con azul tripano al 0,4 % (n.º de catálogo 15250061; Gicbo, EE. UU.) en una proporción de 9:1, y se agregaron 20 µl de las suspensiones a una placa de recuento Countstar y se observaron bajo un microscopio. Las células muertas se tiñeron de azul, mientras que las células vivas eran incoloras y transparentes, y el número de células vivas se contó en 3 minutos.

Después de 24 y 48 h de estimulación eléctrica, las células de cada grupo se recogieron por separado y la concentración celular se ajustó a 1 × 106/ml. De acuerdo con el procedimiento para el kit de ensayo de apoptosis (BD Biosciences, EE. UU.), las células se resuspendieron en tubos de flujo de 5 ml; Se agregaron 5 µl de isotiocianato de fluoresceína (FITC) -anexina V y 5 µl de solución de tinción de yoduro de propidio (PI) a los tubos de flujo; los tubos se mezclaron suavemente y se incubaron durante 15 min a temperatura ambiente y protegidos de la luz; y se añadieron 500 µl de tampón de unión 1X. El nivel de fluorescencia de FITC en el canal FITC y el nivel de fluorescencia de PI en el canal PI se detectaron inmediatamente utilizando el método recomendado en el kit. El análisis de datos se realizó utilizando FlowJo VX. Cada experimento fue repetido tres veces.

Después de 7 días de cultivo celular, se recogieron las células de los electrodos positivo y negativo, así como las del grupo de control. El ARN total de las células se extrajo mediante el kit de extracción de ARN total SimplyP y se transcribió de forma inversa en ADNc. Los niveles de expresión de osteocalcina, osterix y osteonectina se evaluaron mediante PCR cuantitativa en tiempo real. Los experimentos se repitieron tres veces, con GAPDH como referencia interna, y los niveles de expresión relativos de osteocalcina, osterix y osteonectina se calcularon mediante el método 2-∆∆Ct. Las secuencias de cebadores utilizadas fueron las siguientes (Tabla 1).

Un proveedor comercial proporcionó un total de 12 conejos blancos de Nueva Zelanda (machos; peso, 2,5 a 3 kg) utilizados en el experimento (Certificado de animal número: SCXK (Yu) 2021-0010). Este estudio se realizó con la aprobación del Comité de Ética en Animales Experimentales del Hospital Infantil de la Universidad Médica de Chongqing, China (CHCMU-IACU20210114003), y de acuerdo con las pautas de ARRIVE. Todos los métodos se realizaron de acuerdo con la Ley de Animales (Procedimientos Científicos) revisada de 1986 en el Reino Unido y la Directiva 2010/63/UE en Europa. Todos los animales se criaron a temperatura ambiente (20 °C a 25 °C), entre 40% y 60% de humedad relativa y un ciclo circadiano de 12 a 12 h; la comida era proporcionada uniformemente por criadores profesionales y el agua se ofrecía ad libitum. Antes de la operación, los conejos estuvieron en ayunas con comida y agua, y se les inyectó pentobarbital sódico al 3% a lo largo de la vena del margen de la oreja a una dosis de 1 ml/kg para anestesia. Los conejos se mantuvieron en decúbito supino y se fijaron en la mesa de operaciones; la pata trasera derecha quedó expuesta; se colocó una toalla esterilizada; y el sitio quirúrgico fue desinfectado con yodóforo tres veces. La piel se cortó longitudinalmente entre la primera y la tercera falange con un bisturí, y los músculos y la fascia se separaron para exponer las falanges. Las falanges fueron cortadas con una sierra para huesos para seccionarlas por completo; se limpiaron los fragmentos óseos sobrantes; el sitio de la fractura se fijó con una aguja de Kirschner de 0,8 mm; la herida se suturó capa por capa con suturas de nailon 3-0; y el modelo de doble fractura de conejo se completó con fijación externa con yeso (Fig. 2). Durante los 3 días posteriores a la operación, a todos los conejos se les inyectó penicilina por vía intramuscular (80.000 U) una vez al día para prevenir la infección, y se controló la herida para detectar signos de infección. Los animales se dividieron aleatoriamente en grupos experimentales y de control, con seis conejos en cada grupo. Los conejos del grupo experimental se sometieron a estimulación con CC. Por lo tanto, inmediatamente después del modelado, el electrodo de CC negativo se conectó al alambre de Kirschner fijo de la primera falange, y el electrodo positivo se conectó al alambre de Kirschner fijo de la tercera falange, y se aplicó estimulación continua con una CC de 10 µA. El dispositivo de suministro de CC utilizado en el experimento fue el mismo que en el experimento celular.

Modelo de doble fractura del hueso del dedo del gran conejo blanco de Nueva Zelanda.

El sitio de la fractura en todos los conejos se fotografió 1 día, 0,5 meses y 1 mes después del modelado para observar la curación de la fractura y la posición de los pasadores de corte, y para evaluar los cambios en la línea de fractura y la formación de costras óseas después de la fractura.

Al mes 1, los animales fueron sacrificados. Los huesos de los dedos de los pies se diseccionaron y fijaron en paraformaldehído al 4% y luego se descalcificaron en solución descalcificante JYBL-I (n.º de catálogo G2470; Solarbio). Los huesos descalcificados se incluyeron en parafina y se seccionaron en rodajas de 5 µm, seguido de tinción HE y tinción tricrómica de Goldner.

Los resultados se analizaron estadísticamente utilizando SPSS (versión 20.0) y GraphPad Prism V.8.00. Los datos se expresaron como media ± desviación estándar y se analizaron mediante la prueba t y el análisis de varianza unidireccional (ANOVA), excepto los datos histológicos. Las secciones teñidas se fotomicrografiaron y analizaron histomorfométricamente utilizando Aperio ImageScope v12.1.0.5029 (Leica, EE. UU.). La significación estadística se definió por p <0,05.

Después de la estimulación eléctrica, las células en el grupo de control y el grupo de electrodos negativos aparecieron como husos largos o mostraron una forma poligonal, mientras que las células en el grupo de electrodos positivos perdieron su forma original y se volvieron redondas (Fig. 3A). Después de 24 h, el número de células MC3T3-E1 en el grupo de electrodos positivos disminuyó significativamente y la tasa de crecimiento de las células vivas fue de -7,4%, mientras que los valores correspondientes para el grupo de control y el grupo de electrodos negativos fueron de 107% y 71%. respectivamente. Después de 48 h de estimulación eléctrica, la tasa de crecimiento en el grupo de electrodos positivos fue de -86,7%, mientras que los valores correspondientes para los grupos de electrodos de control y electrodos negativos fueron de 201% y 181% respectivamente. Así, en comparación con los grupos de control y de electrodos negativos, el grupo de electrodos positivos mostró una reducción significativa en el número de células (p <0,05). Sin embargo, no se observó ninguna diferencia significativa en la proliferación celular entre los grupos de electrodo negativo y control (p > 0,05) (Fig. 3B).

(A) Observación morfológica de células MC3T3-E1 bajo un microscopio óptico después de dos días de estimulación eléctrica (× 100), barras de escala de 200 µm. (B) Recuentos de células en los grupos de electrodo positivo, electrodo negativo y control después de la estimulación con CC durante 24 y 48 h. (C) Apoptosis de células cerca de los electrodos positivos y negativos en los grupos de control y estimulación eléctrica a las 24 y 48 h.

Después de 24 h de estimulación eléctrica, las tasas de apoptosis de las células en los grupos de electrodos positivos y negativos no fueron significativamente diferentes de las del grupo de control. Después de 48 h de estimulación eléctrica, la tasa de apoptosis de las células en el grupo de electrodo positivo fue significativamente mayor que la de los grupos de electrodo negativo y control (P <0,05) (Fig. 3C).

Los niveles de expresión específicos de osteocalcina, osterix y osteonectina en células MC3T3-E1 se detectaron cuantitativamente mediante PCR en tiempo real. En comparación con el grupo de control, el grupo de electrodos positivos mostró una expresión reducida de estos genes (P <0,05), pero su expresión aumentó significativamente en el grupo de electrodos negativos (P <0,05) (Fig. 4).

Los niveles de expresión de osteocalcina, osterix y osteonectina en células MC3T3-E1 de diferentes grupos de electrodos y de control se detectaron mediante qPCR. nsP > 0,05, *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001.

Al mes, la línea de fractura en el grupo de electrodos negativos había desaparecido y la fractura había sanado, mientras que la línea de fractura en el grupo de electrodos positivos era claramente visible sin casi formación de costra ósea, lo que indica una mala curación de la fractura. En el grupo control, todos los casos mostraron una buena consolidación de ambas fracturas con desaparición del trazo de fractura (Fig. 5).

(A,B) Imágenes DR del dedo del pie un día después de la fractura; (C) imagen DR del dedo del pie 1 mes después de la cirugía en el grupo control, donde la línea de fractura había desaparecido; (D) Imagen DR del dedo del pie 1 mes después de la cirugía en el grupo de estimulación eléctrica, donde la línea de fractura indicada por la flecha es obvia (N ≥ 3).

Un mes después de la fractura, la tinción HE mostró que una gran cantidad de osteoblastos y osteoclastos se infiltraron en el cartílago de los grupos de electrodos de control y negativos, formando una gran cantidad de trabéculas óseas. Las trabéculas óseas eran más anchas y estaban más estrechamente conectadas que las del grupo de electrodos positivos, mientras que todavía se formaban una gran cantidad de callos fibrosos en el grupo de electrodos positivos y no se encontraron osteoblastos ni trabéculas óseas en algunas áreas (Fig. 6). La tinción de tres colores de Goldner mostró una gran cantidad de huesos mineralizados verdes en los grupos de electrodos de control y negativos, mientras que el grupo de electrodos positivos mostró una gran área de hueso rojo con una pequeña cantidad de hueso mineralizado verde (Fig. 6).

Imágenes típicas de tejido teñidas con hematoxilina-eosina (HE) y tinción tricrómica de Goldner 1 mes después de la cirugía. La tinción HE del tejido óseo en los controles A1, C1, E1 y G1 y B1 y F1 en la conexión del electrodo negativo muestra la formación de numerosas trabéculas sin espacios entre los tejidos. El tejido óseo D1 y H1 en la conexión del electrodo positivo muestra una formación trabecular limitada y algunas áreas no muestran ni trabéculas ni osteocitos. La tinción de Goldner del tejido óseo en los controles A2, C2, E2 y G2 y en las conexiones de los electrodos negativos B2 y F2 muestra grandes áreas de hueso mineralizado verde que está conectado en láminas con solo una pequeña cantidad de material similar al hueso sin espacio entre ellos. los tejidos. El tejido óseo en la unión del electrodo positivo D2 y H2 muestra una gran área de osteoide rojo en la fractura del electrodo positivo con muy poco hueso mineralizado verde (N ≥ 3).

Durante el proceso de regeneración y remodelación después de una lesión del tejido óseo, los cambios en los factores fisiológicos y ambientales remodelarán constantemente el hueso y reconstruirán la matriz ósea14. Por tanto, el estrés potencial generado por las fibras de colágeno en el hueso puede promover la reconstrucción ósea15. Durante la fractura, la electronegatividad de la metáfisis y de todo el sitio de la fractura aumenta, y el cambio de electronegatividad se mantiene hasta que la fractura sana11.

El propósito de este estudio fue observar el efecto de electrodos de CC positivos y negativos sobre la proliferación de osteoblastos y la curación de fracturas in vitro. Aunque numerosos estudios previos han evaluado el efecto de la corriente sobre la osteogénesis, la investigación existente se centró principalmente en el papel de la corriente en la promoción de la osteogénesis y, en su mayoría, no se centró en los efectos de diferentes electrodos en el proceso de estimulación actual13,16,17. Se ha demostrado que la densidad de células cerca del electrodo es significativamente menor que la que hay entre los electrodos, y se ha demostrado que la densidad de células cerca del electrodo positivo es menor que la que hay cerca del electrodo negativo18. Nuestro estudio in vitro también confirmó este hallazgo. En el campo eléctrico de CC del mismo voltaje, la proliferación de células MC3T3-E1 cerca del electrodo positivo fue significativamente limitada y mostró un efecto de acumulación relacionado con el tiempo, y la apoptosis fue más obvia con la extensión del tiempo de estimulación eléctrica.

Después de la fractura, los osteoblastos proliferan en la médula ósea y eventualmente se diferencian en células mesenquimales de la médula ósea19. Estas células madre mesenquimales y osteoblastos migran hacia el cátodo debido a su electrotaxis, mientras que los osteoclastos migran hacia el ánodo20. Nuestro estudio se centró principalmente en la posterior proliferación de osteoblastos. Para observar mejor la proliferación de células que migran hacia los electrodos positivos y negativos, mejoramos el dispositivo de estimulación eléctrica propuesto por Mobini et al.13 para separar completamente las células cercanas a los electrodos positivos y negativos y facilitar el análisis estadístico. Aunque se ha demostrado que la estimulación eléctrica mejora principalmente la tasa de proliferación celular, también se han informado hallazgos que indican que la estimulación eléctrica puede reducir la proliferación celular o no tiene ningún efecto sobre la proliferación celular21. Nuestros resultados mostraron que, en comparación con el grupo de control, la proliferación de células de electrodos positivos disminuyó y la proliferación de células de electrodos negativos no tuvo ningún efecto en el grupo de estimulación eléctrica. Esto está relacionado con el aumento de la apoptosis cerca del electrodo positivo. Los mecanismos subyacentes a la inhibición de la proliferación celular mediante estimulación eléctrica incluyen la detención del ciclo celular, la entrada de Ca2+ intracelular y la regulación positiva de la proteína supresora de tumores. La estimulación eléctrica activó los canales de Ca2+ tipo L; a niveles de Ca2+ intracelular fisiológicamente normales, la proliferación celular y la apoptosis no se ven afectadas. Sin embargo, cuando el nivel de Ca2+ intracelular cruza el umbral para activar la apoptosis, la apoptosis aumenta22.

La osteocalcina, el osterix y la osteonectina son factores importantes que influyen en la diferenciación de los osteoblastos y la formación ósea, y son marcadores de la diferenciación osteogénica tardía23,24,25,26. Los resultados experimentales muestran que la expresión de estos genes relacionados con los huesos en el grupo de electrodos positivos fue menor que en el grupo de control y en el grupo de electrodos negativos, y la expresión de estos genes en el grupo de electrodos negativos fue significativamente mayor que en el grupo de electrodos negativos. grupo de control, lo que indica que una carga positiva reduce la expresión de genes relacionados con los huesos y regula el nivel de las vías relacionadas con la osteogénesis, lo que no favorece la osteogénesis de los osteoblastos. El electrodo negativo regula positivamente la expresión de genes relacionados con la osteogénesis, lo que favorece la diferenciación de los osteoblastos en hueso. El campo eléctrico también puede desencadenar cambios biofísicos en la superficie celular. La función de las proteínas de membrana se ve afectada por cambios en la distribución de carga de las biomoléculas, como la actividad enzimática (Na + /K + ATPasa y Ca2+ ATPasa), el complejo receptor de membrana y el canal de transporte de iones. Cuando la corriente pasa a través del cátodo, reduce la concentración de oxígeno mediante la reacción de Faraday, aumenta el valor del pH y produce peróxido de hidrógeno. La reducción de la concentración de oxígeno potencia la actividad de los osteoblastos27. La concentración de iones positivos y negativos en el medio de cultivo celular fue completamente consistente en nuestro experimento.

Después de 1 mes, la fractura en el grupo de control curó completamente, mientras que en el grupo experimental, la fractura conectada al electrodo negativo curó y la fractura conectada al electrodo positivo no curó. Los resultados histológicos también mostraron que en el grupo de control y en el grupo de electrodos negativos, se formó más callo, las trabéculas óseas eran más gruesas y la calcificación ósea era obvia, mientras que el callo en la unión del electrodo positivo no se formó por completo. En el método tradicional de estimulación con CC para promover la curación de fracturas, la velocidad de curación de las fracturas difiere debido a las diferencias en la colocación de los electrodos. Se puede obtener un mejor efecto cuando el cátodo se coloca en el lugar de la fractura. Sin embargo, en el método tradicional, cuando ocurren dos fracturas en la misma parte, los electrodos positivo y negativo se conectan a las dos fracturas simultáneamente, es decir, un extremo del electrodo se coloca en el sitio de la fractura y el otro extremo del electrodo se en tejido normal.

En este experimento, elegimos la falange como sitio de investigación porque la falange del conejo puede simular efectivamente dos huesos largos en la misma parte, y la evaluación de las falanges 1 y 3 puede evitar la interacción de factores secretados por los dos sitios de fractura durante el proceso de fractura. cicatrización. Sin embargo, nuestro diseño de investigación todavía tenía algunas limitaciones. Consideramos el tiempo de curación de la fractura en el grupo de control como el criterio de valoración del estudio y no evaluamos la formación de callos en las diferentes etapas del proceso de curación de la fractura. Además, solo se seleccionó una corriente, lo que significó que no pudimos confirmar los efectos de diferentes estímulos actuales. Sin embargo, el propósito de este estudio fue simplemente detectar si los electrodos positivos y negativos (o cargas positivas y negativas) afectarán la curación de la fractura, y la corriente seleccionada es 10 µA, que es la corriente mínima requerida para la curación del tejido. Nuestros resultados mostraron claramente que los electrodos positivos inhiben significativamente la curación de las fracturas.

Los hallazgos indican que el electrodo positivo (carga positiva) inhibe la proliferación de osteoblastos, regula negativamente la expresión de osteocalcina, genes específicos de osteoblastos, osteonectina y otros genes osteogénicos, e inhibe la osteogénesis celular. Por el contrario, el electrodo negativo regula positivamente los genes relacionados con la osteogénesis y promueve la osteogénesis. Después de la fractura, el sitio de la fractura con una carga positiva mostrará un retraso en la curación o una pseudoartrosis. Una carga anormal en el sitio de la fractura puede ser una de las causas de la pseudoartrosis de la fractura.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

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Agradecemos a Sun Qian y Lei Huiyang por su asistencia técnica en técnicas quirúrgicas.

Este estudio no recibió financiación directa de ningún donante externo o institución de financiación en los sectores público, comercial o sin fines de lucro.

Ling He, Yingling Yao, Nan Wang y Guoxin Nan

Dirección actual: Departamento de Ortopedia, Hospital Infantil de la Universidad Médica de Chongqing, Chongqing, China

Departamento de Ortopedia Hospital Infantil de la Universidad Médica de Chongqing, Centro Nacional de Investigación Clínica para la Salud y los Trastornos Infantiles, Laboratorio Clave de Desarrollo y Trastornos Infantiles del Ministerio de Educación, Chongqing, 400014, China

Ling He, Yingling Yao, Nan Wang y Guoxin Nan

Centro de investigación de ingeniería de terapia con células madre de Chongqing, Chongqing, China

Ling He, Yingling Yao, Nan Wang y Guoxin Nan

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LH: conceptualización, metodología, análisis formal, recursos, redacción—borrador original, redacción—revisión y edición. YY: metodología, redacción de recursos: revisión y edición. NW: recursos, redacción: revisión y edición. GN: adquisición de financiación, supervisión, redacción: revisión y edición.

Correspondencia a Guoxin Nan.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Él, L., Yao, Y., Wang, N. et al. Efectos de la carga eléctrica en la curación de fracturas. Informe científico 12, 15839 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-20153-3

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Recibido: 22 de marzo de 2022

Aceptado: 09 de septiembre de 2022

Publicado: 23 de septiembre de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-20153-3

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